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Das XRCC1-Gen kodiert ein molekulares Gerüstprotein, das Multiproteinkomplexe zusammensetzt, die an der Reparatur von DNA-Einzelstrangbrüchen beteiligt sind (Zusammenfassung von Hoch et al., 2017).

Menschliche Zellen, die mit mutierten Linien des chinesischen Hamster-Ovars (CHO) fusioniert sind, die bei verschiedenen Genen für die Exzisionsreparatur von DNA nach ultravioletter (UV) Bestrahlung oder bei der Reparatur nach X-Bestrahlung defekt sind, erzeugen Hybride, die das menschliche Gen beibehalten, das den Defekt in der CHO-Linie ergänzt, wenn sie unter Bedingungen ausgewählt werden, die eine Reparatur erfordern. Um transgene Mäuse zu erzeugen, die eine Mutation im Xrcc1-Locus tragen, klonierten Brookman et al. (1994) das murine Homolog von XRCC1 sowohl aus Cosmid-Genom- als auch aus cDNA-Bibliotheken. Die cDNA-Analyse ergab einen offenen Leserahmen von 1.893 bp, der für ein Protein von nur 631 Aminosäuren kodiert, verglichen mit dem 633-Aminosäuren-Polypeptid des menschlichen XRCC1. Lamerdin et al. (1995) stellten fest, dass die Proteine von Mensch und Maus eine Sequenzidentität von 86 % aufweisen.

Whitehouse et al. (2001) berichteten, dass XRCC1 mit der menschlichen Polynukleotidkinase (PNK; 605610) interagiert, zusätzlich zu seinen Interaktionen mit der DNA-Polymerase-beta (POLB; 174760) und der DNA-Ligase III (LIG3; 600940). Darüber hinaus sind diese 4 Proteine in menschlichen Zellextrakten in Multiproteinkomplexen koassoziiert und reparieren gemeinsam Einzelstrangbrüche, wie sie durch reaktive Sauerstoffspezies und ionisierende Strahlung verursacht werden. Auffallend ist, dass XRCC1 die DNA-Kinase- und DNA-Phosphatase-Aktivitäten von PNK an geschädigten DNA-Termini stimuliert und dadurch die gesamte Reparaturreaktion beschleunigt. Mit diesen Daten wurde ein neuer Weg für die Reparatur von Einzelstrangbrüchen bei Säugetieren identifiziert und eine konzertierte Rolle von XRCC1 und PNK im ersten Schritt der Verarbeitung beschädigter DNA-Enden nachgewiesen. Sano et al. (2004) wiesen in vitro nach, dass die lange Form von Aprataxin (APTX; 606350), nicht aber die kurze Form, mit der C-terminalen Domäne von XRCC1 interagiert, was darauf hindeutet, dass Aprataxin am Reparaturkomplex beteiligt sein könnte.

Bhattacharyya und Banerjee (2001) fanden heraus, dass XRCC1 mit einem verkürzten POLB interagiert, das in primären kolorektalen und Brusttumoren exprimiert wird und die normale Reparaturfunktion von Wildtyp-POLB hemmt. Sie stellten fest, dass die Wechselwirkung zwischen der POLB-Variante und XRCC1 für die dominante hemmende Wirkung erforderlich ist.

Loizou et al. (2004) zeigten, dass Casein-Kinase II (CK2; siehe 115440) XRCC1 phosphoryliert und dadurch den Aufbau und die Aktivität von DNA-Einzelstrangbruch-Reparaturproteinkomplexen in vitro und an Stellen von Chromosomenbrüchen ermöglicht. Die Hemmung der XRCC1-Phosphorylierung durch Mutation der CK2-Phosphorylierungsstellen oder durch Verhinderung der CK2-Aktivität mit Hilfe eines hochspezifischen Inhibitors führte zu einer Verringerung der schnellen Reparatur von zellulären DNA-Einzelstrangbrüchen durch XRCC1. Diese Daten weisen auf eine direkte Rolle von CK2 bei der Reparatur von Chromosomen-DNA-Strangbrüchen und bei der Erhaltung der genetischen Integrität hin.

Luo et al. (2004) wiesen mit biochemischen Daten nach, dass in zyklischen HeLa-Zellen zwei präformierte XRCC1-Proteinkomplexe existieren. Ein Komplex enthält bekannte Enzyme, die für die Reparatur von Einzelstrangbrüchen wichtig sind, darunter LIG3, PNK und POLB; der andere ist ein neuer Komplex, der LIG3 und Aprataxin enthält. Luo et al. (2004) berichteten über die Charakterisierung des neuen XRCC1-Komplexes. XRCC1 wird in vivo und in vitro durch CK2 phosphoryliert, und die CK2-Phosphorylierung von XRCC1 an den Stellen ser518, thr519 und thr523 bestimmt weitgehend die Bindung von Aprataxin an XRCC1 über seine FHA-Domäne. Ein akuter Verlust von Aprataxin durch kleine interferierende RNA macht HeLa-Zellen durch einen Mechanismus der verkürzten Halbwertszeit von XRCC1 empfindlich gegenüber Methylmethansulfonat-Behandlung. Luo et al. (2004) kamen daher zu dem Schluss, dass Aprataxin eine Rolle bei der Aufrechterhaltung des stationären Proteingehalts von XRCC1 spielt. Luo et al. (2004) kamen zu dem Schluss, dass ihre Daten insgesamt einen Einblick in die molekulare Maschinerie der Einzelstrangbruchreparatur in der Zelle geben und auf eine Beteiligung von Aprataxin an diesem Prozess hinweisen, wodurch ein Zusammenhang zwischen Einzelstrangbruchreparatur und der neurologischen Erkrankung Ataxie-Okulomotorische Apraxie (208920) hergestellt wird.

Anhand primärer menschlicher Fibroblasten zeigten Moser et al. (2007), dass XRCC1 und LIG3 wesentliche Kernkomponenten der Nukleotid-Exzisionsreparatur (NER) sind. Die Herunterregulierung von LIG3 beeinträchtigte die Beseitigung von UV-induzierten Läsionen und die Wiedervereinigung von UV-induzierten Kerben in der chromosomalen DNA. Darüber hinaus interagierten XRCC1-LIG3 und Polymerase-delta (siehe POLD1; 174761) während der Interphase UV-spezifisch mit NER-Komponenten und kolokalisierten mit diesen. Im Gegensatz dazu wurde die Rekrutierung von LIG1 (126391) und Polymerase-epsilon (POLE; 174762) zu UV-bestrahlten Stellen nur in proliferierenden Zellen beobachtet. Moser et al. (2007) schlossen daraus, dass DNA-Ligasen und -Polymerasen für die NER-vermittelte DNA-Reparatur während des Zellzyklus unterschiedlich rekrutiert werden.

Gao et al. (2011) berichteten, dass die DNA-Ligase III für die mitochondriale DNA-Integrität essentiell, für die nukleare DNA-Reparatur aber entbehrlich ist. Die Inaktivierung von Ligase III im Nervensystem von Mäusen führte zu einem Verlust von mtDNA, was zu einer tiefgreifenden mitochondrialen Dysfunktion, einer Störung der zellulären Homöostase und einer untauglichen Ataxie führte. In ähnlicher Weise führte die Inaktivierung von Ligase III im Herzmuskel zu einer mitochondrialen Dysfunktion und einer gestörten Herzpumpenfunktion, die zu Herzversagen führte. Die Inaktivierung der Ligase III führte jedoch nicht zu einem Mangel an nuklearer DNA-Reparatur, was darauf hindeutet, dass wesentliche DNA-Reparaturfunktionen von Xrcc1 auch ohne Ligase III stattfinden können. Stattdessen fanden Gao et al. (2011) heraus, dass Ligase I für die DNA-Reparatur entscheidend ist, aber mit Ligase III zusammenarbeitet. Darüber hinaus rekapitulierte der Mangel an Ligase III nicht die charakteristischen Merkmale der neuralen Xrcc1-Inaktivierung, wie z. B. den durch DNA-Schäden verursachten Verlust zerebellärer Interneuronen, was die funktionelle Trennung dieser DNA-Reparaturfaktoren weiter unterstreicht. Daher schlussfolgerten Gao et al. (2011), dass die biologische Rolle der Ligase III in der Aufrechterhaltung der mtDNA-Integrität und nicht in der XRCC1-abhängigen DNA-Reparatur besteht.

Simsek et al. (2011) wiesen eine entscheidende Rolle für die DNA-Ligase III in Mitochondrien nach, nicht aber für die XRCC1-abhängige Reparatur. Simsek et al. (2011) nutzten die präemptive Komplementation, um die Lebensfähigkeit von Lig3 in Säugetierzellen und seine Bedeutung für die DNA-Reparatur zu bestimmen. Verschiedene Formen von Lig3 wurden stabil in embryonale Stammzellen der Maus eingeführt, die ein konditionales Allel von Lig3 enthielten, das mit Cre-Rekombinase gelöscht werden konnte. Mit diesem Ansatz fanden Gao et al. (2011) heraus, dass das mitochondriale, aber nicht das nukleare Lig3 für die zelluläre Lebensfähigkeit erforderlich ist. Obwohl die katalytische Funktion von Lig3 erforderlich ist, sind die C-terminalen Zinkfinger- und BRAC1-Domänen von Lig3 nicht erforderlich. Bemerkenswerterweise kann die für die Lebensfähigkeit erforderliche Lig3-Domäne umgangen werden, indem Lig1 in die Mitochondrien verlagert oder Chlorella-Virus-DNA-Ligase, das minimale eukaryonale Nick-Sealing-Enzym, oder Escherichia coli LigA, eine NAD(+)-abhängige Ligase, exprimiert wird. Lig3-null-Zellen waren nicht empfindlich gegenüber mehreren DNA-schädigenden Substanzen, die Xrcc1-defiziente Zellen sensibilisieren. Simsek et al. (2011) kamen zu dem Schluss, dass ihre Ergebnisse eine Rolle für Lig3 in Mitochondrien belegen, unterschieden es aber von seinem interagierenden Protein XRCC1.

Lamerdin et al. (1995) charakterisierten die genomische Struktur von XRCC1 bei Menschen und Mäusen. Das menschliche Gen hat 17 Exons und erstreckt sich über etwa 31,9 kb.

Das erste Röntgenreparaturkomplement-Gen (XRCC1) wurde auf der Grundlage des Verlustes von 19p-Markern, der Beibehaltung proximaler 19q-Marker und des Verlustes distaler 19q-Marker auf 19qcen-19q13.3 kartiert (Siciliano et al., 1987). Thompson et al. (1989) kamen durch Southern-Analyse von DNA aus einem Hybrid-Panel mit Sonden für die drei DNA-Reparaturgene auf Chromosom 19 zu dem Schluss, dass ERCC2 (126340) distal zu XRCC1 und in der gleichen Region, nämlich 19q13.2-q13.3, wie ERCC1 (126380) liegt, jedoch auf unterschiedlichen MluI-Makrorestriktionsfragmenten. Ähnliche Experimente mit einem Hybridklon-Panel, das segregierende Chromosomen des chinesischen Hamsters enthält, zeigten, dass die Hamster-Homologe der drei Reparaturgene Teil einer hochkonservierten Kopplungsgruppe auf dem Chromosom 9 des chinesischen Hamsters sind. Die Hemizygosität des Hamsterchromosoms 9 in CHO-Zellen kann die hohe Häufigkeit erklären, mit der genetisch rezessive Mutationen in diesen 3 Genen in CHO-Zellen wiedergefunden werden. Durch Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung wiesen Trask et al. (1993) das XRCC1-Gen 19q13.2 zu.

Brookman et al. (1994) ordneten das Xrcc1-Gen der Maus durch In-situ-Hybridisierung in der Metaphase der A3-B2-Region von Chromosom 7 zu.

Bei einer 47-jährigen Frau ostindischer Abstammung mit autosomal-rezessiver spinozerebellärer Ataxie-26 (SCAR26; 617633) identifizierten Hoch et al. (2017) compound heterozygote Mutationen im XRCC1-Gen (194360.0001 und 194360.0002). Die Mutationen, die durch Exom-Sequenzierung gefunden und durch Sanger-Sequenzierung bestätigt wurden, führen nachweislich zu signifikant verringerten Proteinkonzentrationen, was mit einem Funktionsverlust einhergeht. Patientenzellen und XRCC1-null-Zellen zeigten erhöhte Protein-ADP-Ribosylierungswerte, die auf eine erhöhte PARP1 (173870)-Aktivität zurückzuführen sind. Diese zellulären Veränderungen ähnelten denjenigen, die bei Patienten mit Mutationen im XRCC1-Partner PNKP (605610) beobachtet wurden, die an Ataxie-Okulomotorischer Apraxie-4 (AOA4; 616267) leiden, die ähnliche Merkmale aufweist. Die Ergebnisse identifizierten erhöhte ADP-Ribose-Werte als Biomarker für PARP1-Hyperaktivität und als Ursache der Kleinhirnataxie, die durch nicht reparierte Einzelstrang-DNA-Brüche infolge des Verlusts von XRCC1 ausgelöst wird. Studien an Mäusen mit hirnspezifischer Xrcc1-Deletion (siehe TIERMODELL) zeigten, dass die Deletion von Parp1 die abnorm erhöhten ADP-Ribose-Werte aufhebt, die neuronale Dichte im Kleinhirn erhöht und die motorische Leistung verbessert, auch ohne Auswirkungen auf die Reparatur von Einzelstrangbrüchen. Hoch et al. (2017) schlugen vor, dass PARP1 ein medikamentöses Ziel für die Behandlung von Kleinhirnataxien sein könnte, die mit nicht reparierten Einzelstrang-DNA-Brüchen einhergehen.

Hoch et al. (2017) stellten fest, dass die Keimbahndeletion von Xrcc1 bei Mäusen embryonal tödlich ist. Mäuse mit konditionaler Deletion des Xrcc1-Gens im Gehirn zeigten eine zerebelläre Ataxie mit erhöhter Apoptose zerebellärer Körnerneuronen, reduzierter Anzahl zerebellärer Interneuronen und verringerter elektrophysiologischer Spike-Aktivität in Purkinje-Zellen. Diese Veränderungen waren mit erhöhten ADP-Ribose-Spiegeln im Kleinhirn und einer Hyperaktivierung von Parp1 verbunden. Die Deletion von Parp1 führte zu einer Verringerung der erhöhten ADP-Ribose-Konzentration, zu einer Erhöhung der neuronalen Dichte im Kleinhirn und zu einer Verbesserung der motorischen Leistung, ohne dass dies Auswirkungen auf die Reparatur von Einzelstrangbrüchen hatte. Die Daten zeigen, dass Parp1 in Abwesenheit von Xrcc1-abhängiger Einzelstrangbruchreparatur hyperaktiviert ist, was zum Verlust und/oder zur Dysfunktion von Kleinhirnneuronen führt.