Isolation, culture et caractérisation fonctionnelle des cellules souches embryonnaires humaines : Tendances et défis actuels
Abstract
Les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) présentent un grand potentiel pour le traitement de diverses maladies dégénératives. Les CSEh pluripotentes ont une grande capacité à subir un auto-renouvellement illimité en culture et à se différencier en tous les types de cellules de l’organisme. Le parcours de la recherche sur les CSEh n’est pas sans heurts, car elle a dû relever plusieurs défis qui se limitent non seulement à la formation de tumeurs et à l’immunoréjection, mais aussi à des aspects sociaux, éthiques et politiques. L’isolement des CSEh à partir de l’embryon humain est considéré comme hautement répréhensible car il nécessite la destruction de l’embryon humain. Cette question a fait l’objet de débats et de discussions au sein du public et des gouvernements, ce qui a conduit à l’interdiction de la recherche sur les CSEh dans de nombreux pays du monde. Cette interdiction a eu un impact négatif sur les progrès de la recherche sur les CSEh, car de nombreux gouvernements fédéraux dans le monde ont cessé de financer la recherche. Par la suite, certains pays ont levé l’interdiction et ont autorisé le financement de la recherche sur les CSEh, mais les dégâts ont déjà été faits sur le progrès de la recherche. Dans ces conditions défavorables, des progrès ont tout de même été réalisés pour isoler, cultiver et caractériser les CSEh en utilisant différentes stratégies. Dans cette revue, nous avons résumé les différentes stratégies utilisées pour isoler, cultiver et caractériser avec succès les CSEh. Enfin, les CSEh sont très prometteuses pour les applications cliniques avec des stratégies appropriées pour minimiser la formation de tératome et l’immunorejection et de meilleures stratégies de transplantation cellulaire.
1. Les cellules souches embryonnaires : Découverte précoce et procédure d’isolement
Les cellules souches embryonnaires (CSE) ont été isolées pour la première fois à partir d’embryons de souris en 1981, et le mot « cellule souche embryonnaire » a été inventé par Gail R. Martin. Néanmoins, le monde a appris à connaître les CSE grâce à une découverte révolutionnaire en 1998, lorsque Thomson et son équipe ont montré pour la première fois une technique permettant d’isoler des CSEh à partir d’embryons humains. Par la suite, les chercheurs ont démontré que les CSEh ont la capacité de se différencier en toutes les cellules du corps, y compris les cellules bêta des îlots de Langerhans, les cellules neurales, les cardiomyocytes et les cellules de type hépatocytaire. Les capacités pluripotentes des CSEh ont donné de l’espoir à des millions de patients qui souffrent de diabète, de la maladie de Parkinson, de maladies cardiovasculaires et de maladies du foie. Compte tenu du grand potentiel thérapeutique des CSEh, plusieurs lignées de CSEh ont été générées dans le monde. L’un des défis des CSEh était la méthode d’isolement des cellules souches de l’embryon humain, car les CSEh ne peuvent être obtenues qu’à partir de la masse cellulaire interne (MCI) des embryons humains. Les chercheurs ont indiqué que la MCI peut être obtenue à partir d’embryons humains frais ou congelés. Par la suite, plusieurs méthodes ont été mises au point pour isoler la MCI d’un seul embryon humain, notamment la dissection mécanique, où la MCI est isolée par pression mécanique. La MCI peut également être isolée par dissection au laser et par des procédures d’immunochirurgie. L’utilisation d’une procédure d’immunochirurgie pour isoler la MCI présente divers avantages, mais aussi des inconvénients. Par exemple, la procédure d’immunochirurgie nécessite des milieux de culture qui contiennent du sérum de cobaye ; par conséquent, l’utilisation de sérum animal rend la technique d’immunochirurgie inappropriée pour la génération de lignées de CSEh de qualité clinique. Dans une autre méthode, les lignées de CSEh peuvent être isolées de la MCI par microdissection de blastocystes humains à l’aide de fines aiguilles. La biopsie assistée par laser est également la technique la plus prometteuse pour l’isolement sans xéno de la MCI. Après l’isolement de la MCI, les cellules souches sont cultivées pour générer les CSE en utilisant des couches nourricières, des matrices extracellulaires, des protéines, des peptides et des polymères synthétiques. Les avantages et les inconvénients des différentes méthodes d’isolement de la MCI sont résumés dans le tableau 1.
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L’isolement de la MCI nécessite la destruction d’embryons humains, ce qui a soulevé de graves préoccupations éthiques . Pour satisfaire la question éthique, les chercheurs ont démontré une approche alternative pour isoler les CSEh à partir d’un seul blastomère sans tuer ou détruire l’embryon humain. Par exemple, lors d’un test génétique préimplantatoire, une biopsie d’embryon portant un seul blastomère peut être obtenue des patients ( ; Klimanskaya et al., 2009). Il a été signalé que 5 lignées de CSEh ont été obtenues avec succès à partir d’une seule biopsie de blastomère. Le succès de l’obtention de CSEh de bonne qualité dépend de la qualité des blastocystes, des procédures d’isolement et des conditions de culture. Il a été rapporté que 2 lignées de CSEh ont été obtenues à partir de 4 blastocystes, alors que seulement 3 lignées de CSEh ont pu être isolées à partir de 13 blastocystes et, dans certains cas, seulement 3 lignées de CSEh ont pu être isolées à partir de 58 blastocystes . Ces différences dans l’isolement des lignées de CSEh à partir de différents blastocystes sont principalement dues à la qualité des embryons et dépendent également de la méthode d’isolement des embryons et des protocoles de culture. Par exemple, si un embryon est obtenu par une méthode de fécondation in vitro, alors il y a une grande possibilité que les embryons aient une incidence élevée d’anomalies chromosomiques postzygotiques qui peuvent finalement donner une mauvaise qualité de CSEh .
Chez les souris, les cellules souches pluripotentes peuvent également être dérivées de l’épiblaste des embryons au stade post-implantation, communément appelées cellules souches d’épiblaste. Ces cellules souches pluripotentes présentent des caractéristiques amorcées et sont fortement dépendantes de l’activation des voies de signalisation du FGF et de l’activine pour leur auto-renouvellement . Par conséquent, trois conditions pluripotentes distinctes, à savoir les conditions de pluripotence naïve, amorcée et moulue, ont été définies chez la souris .
2. Culture des CSEh avec ou sans cellules nourricières
Une fois le blastomère collecté, il est normalement cocultivé avec l’embryon parental biopsié dans le milieu contenant de la fibronectine et de la laminine. L’ajout de laminine dans le milieu de culture est important pour la formation d’agrégats semblables à des cellules souches embryonnaires (ESC). En outre, certains rapports suggèrent que l’ajout de milieux sans sérum et de facteurs de croissance des fibroblastes favorise la prolifération des cellules souches et empêche les cellules souches embryonnaires de subir une différenciation. Nous avons brièvement décrit diverses conditions de culture qui ont été utilisées pour améliorer à la fois la qualité et la quantité de la génération de CSEh.
2.1. Cellules nourricières de souris pour la croissance des CSEh
Les cellules de fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) ou cellules nourricières de souris sont considérées comme les éléments les plus importants pour les CSEh car les MEF fournissent des conditions favorables à la croissance et à l’expansion des CSEh (Figure 1). Il a été signalé que les MEF sont très importantes pour la génération réussie de lignées de CSEh. De plus, toutes les premières lignées de CSEh ont été cultivées dans des milieux contenant des facteurs de croissance et des cytokines sécrétés par les cellules MEF, et ces facteurs de croissance et cytokines sont nécessaires pour maintenir la pluripotence des cellules souches. La MEF étant dérivée d’une source murine, elle a posé de sérieux problèmes éthiques ou sanitaires pour les CSEh. En outre, l’utilisation de cellules d’origine animale peut transmettre des agents pathogènes infectieux d’origine animale aux CSEh et les rendre impropres à une utilisation humaine. Il a été signalé que les cellules MEF contiennent des particules virales capables d’infecter les CSEh pendant la culture. En outre, certains chercheurs ont utilisé du sérum bovin pour cultiver les CSEh, mais l’utilisation de sérum d’origine animale peut transmettre des prions et des virus animaux dans la culture des cellules souches embryonnaires. Il a été rapporté que les cellules et les sérums d’origine animale peuvent transmettre des virus et d’autres agents pathogènes aux cellules souches embryonnaires par l’interaction cellule-cellule pendant la culture in vitro. En outre, ces molécules pathogènes peuvent contaminer l’ensemble de la culture de CSEh. Si les CSEh sont contaminées par de tels pathogènes, le problème de contamination peut persister même si les CSEh sont transférées ultérieurement dans des conditions de culture sans animaux. Un autre problème avec les cellules nourricières de souris et les sérums/protéines d’origine animale est qu’ils contiennent également de l’acide sialique non humain (Neu5GC) qui peut également poser un sérieux problème de contamination des CSEh. Par exemple, il a été rapporté que l’acide sialique d’origine animale a pénétré métaboliquement dans la surface cellulaire des CSEh et a contaminé les cellules souches embryonnaires .
2.2. Cellules nourricières non animales pour la croissance des CSEh
Pour éviter les produits d’origine animale et les contaminations inter-espèces, les chercheurs ont développé des milieux de culture qui ne contiennent pas de composants animaux et qui, en même temps, ont soutenu la croissance et l’expansion des cellules souches embryonnaires. Il a été signalé que des cellules humaines peuvent être utilisées pour la culture de CSEh ; par exemple, les cellules de trompes de Fallope humaines, le prépuce fœtal, les muscles et la peau fœtaux, les cellules stromales de foie fœtal transgénique, la moelle osseuse, le cordon ombilical, les cellules placentaires et les cellules endométriales ont été signalés comme supportant la culture et l’expansion des cellules souches. Parmi ces cellules humaines, les cellules stromales ombilicales humaines offrent une meilleure source de cellules nourricières qui peuvent également être collectées à l’aide d’une méthode non invasive, alors que l’utilisation de couches nourricières dérivées du prépuce, du fœtus ou de la moelle osseuse soulève quelques problèmes éthiques.
En dehors des cellules nourricières, les lignées cellulaires humaines offrent également une alternative aux cellules nourricières de souris. Récemment, plusieurs lignées de CSEh ont été dérivées et propagées en utilisant une lignée de fibroblastes de prépuce humain disponible dans le commerce . Les cellules endométriales se sont également révélées efficaces pour la culture in vitro de cellules souches. Une autre façon d’éliminer le risque de contamination par des agents pathogènes animaux est l’utilisation de couches nourricières dérivées de la lignée de cellules souches humaines . Il a été démontré que le facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF) est produit de manière endogène par les cellules nourricières humaines utilisées dans la culture de CSEh ( ; Liu et al., 2014). Ces cellules nourricières sécrètent également du TGFβ et de l’activine A qui sont impliqués dans le maintien de la pluripotence des ICM . Malgré ses divers avantages, la culture de CSEh dépendante des cellules nourricières présente de nombreuses limites ; par exemple, le maintien des couches nourricières est laborieux avec une trop grande variation entre les populations de cellules nourricières. Cette disparité peut affecter négativement la demande de CSEh pour une application humaine.
2.3. Culture sans feeder pour cultiver les CSEh
Comme les cellules nourricières animales et humaines ont des limites, les chercheurs ont exploré et ont conçu avec succès des milieux de culture chimiquement définis pour cultiver les CSEh, et la meilleure chose à propos des milieux définis est qu’ils ne contiennent pas de cellules nourricières. L’une des premières approches testées pour les milieux de culture sans cellules nourricières a été l’utilisation de protéines de la matrice extracellulaire avec des facteurs de croissance pour créer des conditions de culture in vitro pour la prolifération et le renouvellement des cellules souches (figure 2). Parmi ces protéines, le Matrigel a été le plus souvent utilisé en combinaison avec des facteurs de croissance ou un milieu conditionné pour cultiver les CSEh. Malgré ses divers avantages, le Matrigel présente trop de variations dans sa composition, ce qui pose des problèmes pour la culture des CSEh. L’utilisation de Matrigel soulève également des problèmes cliniques car quelques lots de Matrigel ont été signalés comme étant contaminés par le virus de l’ARN monocaténaire de la souris et le virus de l’élévation de la lactate déshydrogénase. Outre le Matrigel, la fibronectine, la laminine et le collagène de type IV sont également de bons candidats pour la culture de CSEh sans xéno, et les cellules peuvent croître jusqu’à 20 passages. Une référence a rapporté que le MCI dérivé du placenta humain a été utilisé pour cultiver des CSEh, et ils ont trouvé une forte stabilité génétique pour 40 passages. En outre, les CSEh ont également été cultivées dans des milieux de culture sans xéno jusqu’à 80 passages .
A n’en pas douter, l’utilisation de milieux chimiquement définis accompagnés de protéines a considérablement amélioré la culture des CSEh. En outre, différentes protéines et protéines recombinantes ont également été utilisées pour améliorer la culture des CSEh dans des conditions sans xéno. Parmi celles-ci, on trouve l’E-cadhérine, l’E-cadhérine/laminine 521, les inhibiteurs de kinase et le bFGF, qui sont connus pour provoquer une prolifération robuste des cellules souches dans des conditions sans oxygène. La surface du lit conçue synthétiquement a également été utilisée pour stimuler la culture des cellules souches (Melkoumian et al., 2010) ; par exemple, il a été démontré que la surface Synthemax de Corning, une surface synthétique en acrylate conjuguée à la vitronectine, améliorait non seulement les colonies de CSEh mais aussi l’expansion des cellules souches (Kawase et al., 2014). Wu et al. ont récemment décrit l’utilisation d’un nouveau matériau synthétique isolé des protéines de la soie d’araignée comme substrat approprié pour stimuler la culture des CSEh (Wu et al., 2014). De nombreuses surfaces synthétiques à base de polymères ont également été signalées pour favoriser la croissance et l’expansion des lignées de CSEh (Melkoumian et al., 2010 ; Brafman et al., 2010 ; Villa-Diazet al., 2013). La liste des différents produits chimiques utilisés pour améliorer la culture des CSEh est présentée dans le tableau 2.
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3. Potentiel multi-linéaire des CSEh
Une des caractéristiques les plus importantes des CSEh est de se différencier dans les trois lignées telles que l’ectoderme, le mésoderme et l’endoderme (Figure 3). Comme les CSEh sont des cellules souches pluripotentes, elles ont la capacité unique de se différencier en toutes sortes de cellules corporelles ; par exemple, les CSEh peuvent se différencier en neurones, cellules cardiaques, hépatocytes et cellules musculaires. Il a été signalé que les CSEh forment d’abord des corps embryoïdes qui sont fondamentalement structurés en trois couches germinales. Ces corps embryoïdes sont formés par des CSEh pluripotentes cultivées en 3 dimensions (3D) et exprimant des marqueurs génétiques pour les trois couches germinales. Les CSEh pluripotentes ont une énorme capacité de différenciation (tableau 3) en cellules surrénales et kératinocytes, en cellules productrices d’insuline, en cellules neuronales, en cellules cardiaques, en cellules hépatiques et en organoïdes en forme d’îlot. Certains facteurs de croissance tels que l’acide rétinoïque et les facteurs de croissance des nerfs sont utilisés pour induire la différenciation des CSEh en neurones fonctionnels. En outre, certains facteurs de croissance spécifiques à une lignée sont utilisés pour la différenciation en cardiomyocytes, hépatocytes, muscles squelettiques, cellules pancréatiques et cellules rénales. Ces cellules différenciées sont également testées pour examiner leur fonctionnalité dans des conditions in vitro et in vivo. Ce potentiel multi-linéaire des CSEh s’est avéré vital pour la thérapie cellulaire afin de traiter différentes maladies dégénératives. S’il est facile de différencier différents types de cellules à partir de CSEh, il est difficile d’obtenir un grand nombre de cellules matures différenciées pour des applications thérapeutiques. Pour obtenir de grandes cellules différenciées, matures et fonctionnelles, le milieu de culture doit contenir des facteurs de croissance spécifiques à la lignée. Il est également important de générer de grandes quantités de cellules à partir des CSEh car elles sont nécessaires pour la transplantation cellulaire, et cela peut être réalisé en cultivant les CSEh et les cellules différenciées dans un bioréacteur dans des conditions contrôlées .
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4. Test des CSEh en utilisant des modèles in vitro et in vivo
Après une différenciation réussie des CSEh en divers types de cellules, la prochaine étape logique est d’examiner si les cellules différenciées dérivées ont une certaine fonctionnalité ou non. La fonctionnalité des cellules souches et des cellules précurseurs ou matures différenciées a été examinée de manière approfondie dans des conditions in vitro et in vivo. La fonctionnalité des neurones, cardiomyocytes, hépatocytes et autres types de cellules différenciées a été testée dans divers modèles animaux. Il a été constaté que la transplantation de neurones dans le modèle animal de la maladie de Parkinson entraînait une récupération partielle de la fonction . La transplantation de CSEh et de leurs cellules différenciées a été testée dans des modèles animaux de maladies cardiovasculaires, d’accidents vasculaires cérébraux, de diabète et de lésions de la moelle épinière. Parmi les animaux, les petits rongeurs tels que les rats et les souris ont été une espèce de choix pour étudier la transplantation cellulaire. De plus, les petits rongeurs sont accessibles sans effort et peuvent être facilement manipulés tant sur le plan chirurgical que génétique. Malgré les divers avantages des petits rongeurs, la capacité des expériences sur les souris et les rats à prédire l’efficacité d’une thérapie à base de cellules souches reste controversée, car de nombreux modèles de souris et de rats ne représentent pas les phénotypes des maladies humaines. Pour surmonter ce problème, les chercheurs ont commencé à travailler sur les grands animaux qui sont proches de l’anatomie et de la physiologie humaines. Parmi les grands animaux, les chiens, les chèvres, les moutons et les primates non humains sont considérés comme de meilleurs modèles que les souris/rats pour les tests sur les cellules souches. L’un des principaux avantages de l’utilisation de grands animaux est leur durée de vie plus longue, et de nombreux paramètres anatomiques et physiologiques sont beaucoup plus proches de ceux de l’homme. Bien que ces modèles animaux démontrent l’efficacité de la libération des cellules souches dans les tissus hôtes, la récupération fonctionnelle et comportementale complète n’est toujours pas atteinte. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour développer des modèles animaux proches de la maladie humaine.
Malgré ces progrès dans la recherche sur les CSEh, un défi important de la thérapie cellulaire basée sur les CSEh est le rejet immunitaire allogénique des cellules dérivées des CSEh par les receveurs . On a constaté qu’en une semaine, toutes les cellules souches transplantées mouraient en raison de la forte réponse immunitaire de l’hôte générée chez les animaux. Pour stopper la mort des cellules souches transplantées, on a injecté aux animaux des immunosuppresseurs afin de supprimer l’immunité déclenchée par la transplantation de cellules souches. Étonnamment, lorsque les animaux ont reçu des immunosuppresseurs ou des médicaments comme le tacrolimus et le sirolimus, les CSEh n’ont pu survivre que pendant 28 jours et ont commencé à mourir par la suite. Bien que nous n’en connaissions pas la raison, un manque de compréhension de l’interaction cellule-cellule pourrait être l’une des raisons. Il est important de tester les CSEh ou les cellules différenciées dans des conditions in vitro avant de les tester sur des animaux. Les modèles in vitro offrent de meilleures possibilités d’étudier l’interaction cellule-cellule, la migration cellulaire ou l’intégration cellulaire de manière très détaillée, ce qui est peut-être très difficile à étudier chez les animaux. Ce problème pourrait être atténué par une récente percée dans la technologie des cellules souches pluripotentes induites (iPSC) par reprogrammation nucléaire de cellules somatiques spécifiques du patient avec des facteurs définis, qui pourraient devenir une source renouvelable de cellules autologues pour la thérapie cellulaire. L’un des principaux avantages des iPSC pour la thérapie cellulaire humaine est qu’elles sont autologues et que, par conséquent, les cellules qui en sont dérivées peuvent être transplantées chez le même patient sans crainte de rejet immunitaire. Cependant, des études récentes révélant l’épigénétique anormale, la stabilité génomique et l’immunogénicité des iPSC ont soulevé des inquiétudes quant à la sécurité de la thérapie basée sur les iPSC .
5. Applications thérapeutiques des CSEh
Comme les CSEh sont très prometteuses pour les patients qui souffrent de maladies dégénératives, diverses tentatives ont été faites pour explorer les potentiels thérapeutiques chez l’homme. L’objectif principal de la thérapie à base de cellules souches est de restaurer ou de réparer les cellules ou les tissus corporels perdus ou endommagés. Pour que les CSEh conviennent aux applications cliniques, les cellules souches dérivées doivent être fabriquées conformément aux normes de l’administration américaine des denrées alimentaires et des médicaments (USFDA), aux bonnes pratiques de fabrication actuelles (cGMP) et aux directives relatives à la transplantation clinique de cellules souches, respectivement. Les produits chimiques, les réactifs, les cellules, les machines et les instruments utilisés dans la culture des cellules souches doivent être soumis à des contrôles de sécurité et de santé, et tous les processus de fabrication doivent être contrôlés et documentés conformément aux directives cGMP. Si nous analysons combien de lignées de CSEh actuellement utilisées sont conformes aux directives cGMP, vous constaterez que beaucoup d’entre elles ne le sont pas, car de nombreuses CSEh sont exposées à des composants animaux immunogènes ou pathogènes au cours de leur isolement et de leur propagation. Une autre raison pour laquelle les directives cGMP ne sont pas respectées est que la plupart des travaux de culture de CSEh ont été réalisés dans des laboratoires universitaires, dont beaucoup ne respectent pas les directives cGMP. Jusqu’à aujourd’hui, seuls quelques chercheurs ont pu produire des lignées de CSEh conformément aux directives cGMP.
Considérant les avantages commerciaux potentiels des CSEh, quelques sociétés de biotechnologie ont également participé au financement de la recherche sur les cellules souches dans le seul but de commercialiser des produits à base de cellules souches. Ces sociétés ont commencé à fabriquer des CSEh dans des conditions cGMP et à tester les cellules souches dans un cadre clinique. En 2009, Geron Corporation (société de biotechnologie basée en Californie) a demandé à la FDA de lancer son premier essai clinique avec des cellules dérivées de CSEh. L’essai clinique a débuté en octobre 2010, où 3 patients souffrant de lésions de la colonne vertébrale ont reçu une injection de 1,5 million de cellules précurseurs d’oligodendrocytes dérivées de CSEh. L’essai a été interrompu de manière inattendue et nous n’en connaissons pas la raison, probablement parce que les résultats préliminaires de l’essai ont montré que les cellules dérivées de CSEh n’ont pas entraîné d’amélioration notable des lésions de la colonne vertébrale. En outre, la FDA a également approuvé un autre essai pour l’utilisation des CSEh dans la dégénérescence maculaire. Une autre société, Advanced Cell Technology, située à Marlborough, dans le Massachusetts, a lancé des essais cliniques utilisant des CSEh. Les cellules ont été injectées à des patients souffrant de la dystrophie musculaire de Stargardt et de dégénérescence maculaire sèche liée à l’âge. Les cellules épithéliales pigmentaires de la rétine (EPR) dérivées des CSEh ont été utilisées. Dans l’étude, les cellules RPE ont été administrées aux patients, et après 4 mois de post-transplantation, il a été constaté que les patients présentaient des améliorations mineures de la fonction visuelle sans aucune indication de rejet immunitaire ni aucun signe de formation de tératome . Les cellules souches ont également été testées chez des patients atteints de diabète de type I, où des cellules précurseurs du pancréas ont été administrées aux patients .
6. Résumé et conclusion
Les cellules souches embryonnaires humaines ont un grand potentiel thérapeutique pour le traitement de diverses maladies telles que le cancer, la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer et le diabète. Des études in vitro et in vivo suggèrent qu’il y a encore de l’espoir que les futures cellules souches embryonnaires permettent de guérir diverses maladies. Mais le succès de la thérapie à base de cellules souches dépend de la disponibilité de cellules matures et fonctionnelles. Pour obtenir des cellules matures et fonctionnelles, il serait préférable que les cellules souches soient cultivées dans des conditions tridimensionnelles (3D). La plupart des lignées de CSEh sont obtenues dans des conditions de culture bidimensionnelles (2D). L’utilisation de la culture en 2D présente quelques limites : les CSEh cultivées en 2D ne représentent pas les cellules humaines du corps humain et la plupart des CSEh cultivées en 2D meurent immédiatement après la transplantation des cellules ; les cellules qui ont survécu ne parviennent pas à réparer les tissus du corps. Ce problème peut être résolu en cultivant les CSEh dans des conditions 3D, où les cellules peuvent se développer dans trois directions et où les chances de survie des cellules sont accrues après la transplantation. Un autre point important à prendre en compte pour réussir une thérapie à base de cellules souches est d’évaluer rigoureusement les cellules dérivées de cellules souches dans des modèles animaux avant de les tester chez l’homme. L’intégration cellule-cellule, la communication cellule-cellule, la migration cellulaire et la fonctionnalité cellulaire doivent être évaluées de manière approfondie dans des modèles animaux en utilisant des approches d’essai à court et à long terme. Le problème lié à la formation de traumatismes et à l’immunoréjection doit également être résolu en développant des lignées de cellules souches qui ne provoquent pas d’immunoréjection et ne forment pas de tumeur après la transplantation. On peut y parvenir en réduisant au silence les voies génétiques/moléculaires qui déclenchent la formation de tumeurs et l’immunorejection, respectivement. De plus, la thérapie cellulaire exige également de nombreuses cellules matures, et les efforts doivent également porter sur l’isolement d’une grande quantité de cellules souches et de leurs précurseurs en adoptant une approche et une méthodologie novatrices. Enfin, les cellules souches embryonnaires humaines sont encore très prometteuses pour le traitement de diverses maladies dégénératives ainsi que pour les applications diagnostiques.
Conflits d’intérêts
Les auteurs déclarent ne pas avoir d’intérêts concurrents.
Contributions des auteurs
Ce manuscrit est approuvé par tous les auteurs pour soumission.
Remerciements
Les auteurs remercient l’ensemble de la direction de l’Institut de recherche et de consultations médicales (IMRC), Université Imam Abdulrahman Bin Faisal, Dammam, Royaume d’Arabie saoudite, pour leur soutien et leurs encouragements.