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El gen XRCC1 codifica una proteína de andamiaje molecular que ensambla complejos multiproteicos implicados en la reparación de la rotura de la cadena simple del ADN (resumen de Hoch et al., 2017).

Las células humanas fusionadas con líneas mutantes de ovario de hámster chino (CHO), defectuosas en diferentes genes para la reparación por escisión del ADN tras la irradiación ultravioleta (UV) o defectuosas en la reparación tras la irradiación X, producen híbridos que retienen el gen humano que complementa el defecto de la línea CHO cuando se seleccionan en condiciones que requieren reparación. Para producir ratones transgénicos portadores de una mutación en el locus Xrcc1, Brookman et al. (1994) clonaron el homólogo murino de XRCC1 a partir de bibliotecas genómicas cósmicas y de ADNc. El análisis del ADNc indicó un marco de lectura abierto de 1.893 pb que codifica una proteína de sólo 631 aminoácidos, en comparación con el polipéptido de 633 aminoácidos del XRCC1 humano. Lamerdin et al. (1995) descubrieron que las proteínas humana y de ratón comparten un 86% de identidad de secuencia.

Whitehouse et al. (2001) informaron de que XRCC1 interactúa con la polinucleótido quinasa humana (PNK; 605610) además de sus interacciones con la ADN polimerasa-beta (POLB; 174760) y la ADN ligasa III (LIG3; 600940). Además, estas 4 proteínas están coasociadas en complejos multiproteicos en el extracto de células humanas, y juntas reparan roturas de cadena simple típicas de las inducidas por especies reactivas de oxígeno y radiación ionizante. Sorprendentemente, XRCC1 estimula las actividades de ADN quinasa y ADN fosfatasa de PNK en los extremos del ADN dañado, acelerando así la reacción de reparación global. Estos datos identifican una nueva vía para la reparación de roturas de cadena única en mamíferos y demuestran un papel concertado de XRCC1 y PNK en el paso inicial del procesamiento de los extremos dañados del ADN. In vitro, Sano et al. (2004) demostraron que la forma larga de aprataxina (APTX; 606350), pero no la forma corta, interactúa con el dominio C-terminal de XRCC1, lo que sugiere que la aprataxina puede estar implicada en el complejo de reparación.

Bhattacharyya y Banerjee (2001) descubrieron que XRCC1 interactúa con un POLB truncado que se expresa en tumores primarios colorrectales y de mama e inhibe la función de reparación normal del POLB de tipo salvaje. Determinaron que la interacción de la variante de POLB y XRCC1 es necesaria para el efecto inhibidor dominante.

Loizou et al. (2004) demostraron que la caseína quinasa II (CK2; véase 115440) fosforila a XRCC1 y, por tanto, permite el ensamblaje y la actividad de los complejos proteicos de reparación de la rotura de la cadena simple del ADN in vitro y en los lugares de rotura del cromosoma. La inhibición de la fosforilación de XRCC1 mediante la mutación de los sitios de fosforilación de CK2 o impidiendo la actividad de CK2 mediante un inhibidor altamente específico, ablacionó la rápida reparación de las roturas de la cadena simple del ADN celular por parte de XRCC1. Estos datos identificaron un papel directo de CK2 en la reparación de las roturas de la cadena de ADN cromosómica y en el mantenimiento de la integridad genética.

Luo et al. (2004) proporcionaron datos bioquímicos para demostrar que existen dos complejos proteicos XRCC1 preformados en células HeLa en ciclo. Uno de los complejos contiene enzimas conocidas que son importantes para la reparación de roturas de una sola hebra, incluyendo LIG3, PNK y POLB; el otro es un nuevo complejo que contiene LIG3 y aprataxina. Luo et al. (2004) informaron de la caracterización del nuevo complejo XRCC1. XRCC1 es fosforilada in vivo e in vitro por CK2, y la fosforilación por CK2 de XRCC1 en ser518, thr519 y thr523 determina en gran medida la unión de aprataxina a XRCC1 a través de su dominio FHA. Una pérdida aguda de aprataxina por medio de un pequeño ARN de interferencia hace que las células HeLa sean sensibles al tratamiento con metanosulfonato de metilo por un mecanismo de acortamiento de la vida media de XRCC1. Así, Luo et al. (2004) concluyeron que la aprataxina desempeña un papel en el mantenimiento del nivel de proteína en estado estable de XRCC1. Luo et al. (2004) concluyeron que, en conjunto, sus datos proporcionan información sobre la maquinaria molecular de reparación de la rotura de la cadena simple en la célula y apuntan a la participación de la aprataxina en este proceso, vinculando así la reparación de la rotura de la cadena simple con la enfermedad neurológica ataxia-oculomotora (208920).

Usando fibroblastos humanos primarios, Moser et al. (2007) demostraron que XRCC1 y LIG3 eran componentes esenciales del núcleo de la reparación por escisión de nucleótidos (NER). La regulación a la baja de LIG3 impedía la eliminación de las lesiones inducidas por la radiación UV y la reagrupación de las mellas inducidas por la radiación UV en el ADN cromosómico. Además, XRCC1-LIG3 y la polimerasa-delta (véase POLD1; 174761) interactuaron y se colocaron con los componentes de la NER de forma específica para la UV durante la interfase. En cambio, el reclutamiento de LIG1 (126391) y la polimerasa-epsilon (POLE; 174762) a los sitios irradiados por la UV sólo se observó en las células en proliferación. Moser et al. (2007) concluyeron que las ligasas de ADN y las polimerasas se reclutan de forma diferencial para la reparación del ADN mediada por NER durante el ciclo celular.

Gao et al. (2011) informaron de que la ADN ligasa III es esencial para la integridad del ADN mitocondrial pero prescindible para la reparación del ADN nuclear. La inactivación de la ligasa III en el sistema nervioso del ratón provocó la pérdida de ADNmt, lo que condujo a una profunda disfunción mitocondrial, a la alteración de la homeostasis celular y a una ataxia incapacitante. Del mismo modo, la inactivación de la ligasa III en el músculo cardíaco provocó una disfunción mitocondrial y una función defectuosa de la bomba cardíaca que condujo a la insuficiencia cardíaca. Sin embargo, la inactivación de la ligasa III no produjo una deficiencia en la reparación del ADN nuclear, lo que indica que las funciones esenciales de reparación del ADN de Xrcc1 pueden producirse en ausencia de la ligasa III. En cambio, Gao et al. (2011) encontraron que la ligasa I era crítica para la reparación del ADN, pero actuaba de forma cooperativa con la ligasa III. Además, la deficiencia de ligasa III no recapituló las características distintivas de la inactivación neural de Xrcc1, como la pérdida de interneuronas cerebelosas inducida por el daño del ADN, lo que subraya aún más la separación funcional de estos factores de reparación del ADN. Por lo tanto, Gao et al. (2011) concluyeron que la función biológica de la ligasa III es mantener la integridad del ADNmt y no la reparación del ADN dependiente de XRCC1.

Simsek et al. (2011) demostraron un papel crucial para la ADN ligasa III en las mitocondrias pero no en la reparación dependiente de XRCC1. Simsek et al. (2011) utilizaron la complementación preventiva para determinar el requisito de viabilidad de Lig3en células de mamífero y su requisito en la reparación del ADN. Se introdujeron varias formas de Lig3 de forma estable en células madre embrionarias de ratón que contenían un alelo condicional de Lig3 que podía eliminarse con la recombinasa Cre. Con este enfoque, Gao et al. (2011) descubrieron que el Lig3 mitocondrial, pero no el nuclear, es necesario para la viabilidad celular. Aunque la función catalítica de Lig3 es necesaria, los dominios relacionados con el dedo de zinc y el C-terminal de BRAC1 de Lig3 no lo son. Sorprendentemente, el requisito de viabilidad de Lig3 puede eludirse dirigiendo Lig1 a las mitocondrias o expresando la ADN ligasa del virus de Chlorella, la enzima mínima de sellado de níquel eucario, o LigA de Escherichia coli, una ligasa dependiente de NAD(+). Las células nulas de Lig3 no fueron sensibles a varios agentes que dañan el ADN y que sensibilizan a las células deficientes de Xrcc1. Simsek et al. (2011) concluyeron que sus resultados establecían un papel para Lig3 en las mitocondrias, pero lo distinguían de su proteína de interacción XRCC1.

Lamerdin et al. (1995) caracterizaron la estructura genómica de XRCC1 en humanos y ratones. El gen humano tiene 17 exones y abarca aproximadamente 31,9 kb.

El primer gen complementario de reparación de rayos X (XRCC1) fue mapeado en 19qcen-19q13.3 sobre la base de la pérdida de marcadores 19p, la retención de marcadores 19q proximales y la pérdida de marcadores 19q más distales (Siciliano et al., 1987). Mediante el análisis Southern de ADNs de un panel híbrido utilizando sondas para los 3 genes de reparación del ADN localizados en el cromosoma 19, Thompson et al. (1989) concluyeron que ERCC2 (126340) está distal a XRCC1 y en la misma región, concretamente 19q13.2-q13.3, que ERCC1 (126380), pero en diferentes fragmentos de macrorrestricción MluI. Experimentos similares utilizando un panel de clones híbridos que contienen cromosomas segregantes de hámster chino mostraron que los homólogos de hámster de los 3 genes de reparación forman parte de un grupo de ligamiento altamente conservado en el cromosoma 9 del hámster chino. La hemizigosidad del cromosoma 9 del hámster en las células CHO puede explicar la alta frecuencia con la que se recuperan las mutaciones genéticamente recesivas en estos 3 genes en las células CHO. Mediante hibridación fluorescente in situ, Trask et al. (1993) asignaron el gen XRCC1 a 19q13.2.

Por hibridación in situ en metafase Brookman et al. (1994) asignaron el gen Xrcc1 de ratón a la región A3-B2 del cromosoma 7.

En una mujer de 47 años de ascendencia de las Indias Orientales con ataxia espinocerebelosa-26 autosómica recesiva (SCAR26; 617633), Hoch et al. (2017) identificaron mutaciones heterocigotas compuestas en el gen XRCC1 (194360.0001 y 194360.0002). Se demostró que las mutaciones, que se encontraron mediante la secuenciación del exoma y se confirmaron mediante la secuenciación de Sanger, dan lugar a una disminución significativa de los niveles de proteína, consistente con una pérdida de función. Las células del paciente y las células XRCC1-nulas mostraron niveles elevados de ADP-ribosilación de proteínas como resultado de una mayor actividad de PARP1 (173870). Estos cambios celulares fueron similares a los observados en pacientes con mutaciones en el socio de XRCC1, PNKP (605610), que tienen ataxia-oculomotora apraxia-4 (AOA4; 616267), que tiene características coincidentes. Los resultados identificaron el aumento de los niveles de ADP-ribosa como biomarcador de la hiperactividad de PARP1 y como causa de la ataxia cerebelosa inducida por las roturas de ADN de cadena simple no reparadas resultantes de la pérdida de XRCC1. Los estudios en ratones con deleción de Xrcc1 específica para el cerebro (ver MODELO ANIMAL) mostraron que la deleción de Parp1 ablacionaba los niveles anormalmente elevados de ADP-ribosa, aumentaba la densidad neuronal en el cerebelo y mejoraba el rendimiento motor incluso sin un efecto en la reparación de roturas de una sola hebra. Hoch et al. (2017) sugirieron que PARP1 podría ser una diana farmacológica para tratar las ataxias cerebelosas asociadas a la rotura de ADN de cadena única no reparada.

Hoch et al. (2017) observaron que la deleción de la línea germinal de Xrcc1 en ratones es letal embrionariamente. Los ratones con deleción condicional del gen Xrcc1 en el cerebro mostraron ataxia cerebelosa con un aumento de la apoptosis de las neuronas de los gránulos cerebelosos, un número reducido de interneuronas cerebelosas y una disminución de la actividad electrofisiológica de las espigas en las células de Purkinje. Estos cambios se asociaron con el aumento de los niveles de ADP-ribosa cerebelosa y la hiperactivación de Parp1. La supresión de Parp1 suprimió el nivel elevado de ADP-ribosa, aumentó la densidad neuronal en el cerebelo y mejoró el rendimiento motor, incluso sin un efecto sobre la reparación de la rotura de una sola hebra. Los datos demostraron que en ausencia de la reparación de la rotura de la hebra única dependiente de Xrcc1, Parp1 está hiperactivado, lo que provoca la pérdida y/o disfunción de las neuronas cerebelosas.