Varios hongos, como Agrocybe semiorbicularis, Auricularia auricula, Coriolus versicolor, Dichomitus squalens, Flammulina velupites, Hypholoma fasciculare, Pleurotus ostreatus, Phanerochaete velutina y Stereum hirsutum han demostrado la capacidad de degradar varios herbicidas como la atrazina, el diurón y la terbutilazina con diferentes eficiencias. Coriolus versicolor, Hypholoma fasciculare y Stereum hirsutum degradaron más del 86% del diurón, la atrazina y la terbutilazina en 6 semanas. También fueron los más activos en la producción de enzimas ligninolíticas. Sin embargo, la capacidad de la FRM para degradar los herbicidas aromáticos, diurón, atrazina y terbutilazina, no se correlacionó con su actividad ligninolítica determinada en la prueba de decoloración Poly R-478 (que se utiliza como indicador de la actividad ligninolítica). La posible explicación de estos resultados fue la diferencia en los patrones de LME producidos por los hongos en cultivos líquidos. Es interesante que, en los ensayos de campo, la cepa más eficaz, S. hirsutum, se mostró inactiva en la degradación del herbicida y las otras cepas, C. versicolor y H. fasciculare, demostraron un 30% de degradación del cloropirifós en 6 semanas.

Los hongos de podredumbre blanca Phanerochaete chrysosporium y Trametes versicolor convirtieron hasta el 35-40% del diketonitrilo (un producto de transformación en el suelo del herbicida isoxaflutol) en un análogo inactivo del ácido benzoico después de 15 días en condiciones estacionarias en medios líquidos . El nivel de enzimas ligninolíticas, como las lacasas, producidas durante la fermentación parecía estar correlacionado con la degradación del herbicida, confirmando el papel de estas enzimas en los procesos de degradación. Sin embargo, los autores subrayaron que la inducción de la producción de lacasas seis veces a través de la adición de 2,5-xilidina no condujo a ningún aumento significativo de la escisión de diketonitrilo.

Se demostró que Coriolus hirsutus, Cerrena maxima, Coriolopsis fulvocinerea, y Coriolus hirsutus/Cerrena maxima co-cultivados pueden degradar la atrazina bajo cultivo sumergido; la eliminación del herbicida fue 77-91% después de 40 días de cultivo. Es interesante mencionar que se encontró que cantidades insignificantes de atrazina fueron absorbidas en el micelio. La actividad de la lacasa fue bastante alta, lo que permite proponer la participación de la lacasa en la degradación de la atrazina por estos hongos. Esta hipótesis fue apoyada por el estudio de la degradación de la atrazina en presencia de inductores de lacasa (guayacol y siringaldezina) bajo cultivo sumergido. La eficiencia de la degradación del herbicida fue mayor en los cultivos inducidos en un 78-98% y el nivel más alto de eliminación de atrazina se logró para Coriolopsis fulvocinerea utilizando guayacol como inductor.

Hiratsuka et al. informaron que Coriolus versicolor IFO 30340 degradó el 30% del cloronitrofeno (CNP) y el 80% del nitrofeno (NIP) después de 12 días de cultivo en condiciones estacionarias en medios líquidos. La tasa de degradación del herbicida dependió de la concentración de nitrógeno en el medio y fue mayor en condiciones de bajo nitrógeno, lo que sugiere que el sistema de degradación de la lignina fue el responsable de la degradación del herbicida. Sin embargo, la LiP, la MnP y la lacasa, así como el filtrado del cultivo, no oxidaron los herbicidas. Ni el cloronitrofeno ni el nitrofeno fueron oxidados por el sistema lacasa-mediador redox utilizando HBT, que es un conocido mediador redox de lacasa. Estos resultados llevan a la conclusión de que las enzimas ligninolíticas extracelulares no están implicadas en el paso inicial de la degradación de CNP o NIP por Coriolus versicolor IFO 30340. La identificación secuencial de los productos formados durante el metabolismo del CNP y sus intermedios por C. versicolor permitió a los autores proponer cuatro vías diferentes para la degradación del CNP: hidroxilación aromática, decloración oxidativa, decloración reductora y reducción del grupo nitro a amina. Se asumió que la hidroxilación aromática para formar éter de 2,4-dicloro-3-hidroxi-4′-nitrodifenilo y la decloración oxidativa para formar éter de 2,4-dicloro-6-hidroxi-4′-nitrodifenilo eran catalizadas por enzimas del tipo citocromo P450, ya que estas vías se cerraban eficazmente mediante la adición exógena de butóxido de piperonilo, un inhibidor del P450. La conversión de CNP en NIP por Coriolus versicolor IFO 30340 debería ser una decloración reductora. Las reacciones de decloración reductiva estuvieron implicadas en la degradación del pentaclorofenol por P. chrysosporium . El CNP también fue convertido en 2,4,6-tricloro-4′-aminodifenil éter por C. versicolor. Las reacciones de decloración reductora y de nitro-reducción también se encontraron como reacciones iniciales en la degradación del CNP, que se potenciaron al añadir el inhibidor del citocromo P450. La hidroxilación aromática y la decloración oxidativa también se observaron durante la conversión fúngica del PNC; Sin embargo, no se identificaron los productos formados – se asumió que eran éter de 2, 4-dicloro-3-hidroxi-4′-nitrodifenilo o éter de 2, 4-dicloro-6-hidroxi-4′-nitrodifenilo y éter de 2-cloro-4-hidroxi-4′-nitrodifenilo o éter de 2-hidroxi-4-cloro-4′-nitrodifenilo, respectivamente. La conversión fúngica del NIP también fue inhibida eficazmente por el butóxido de piperonilo.

Basado en el resultado obtenido, los autores asumieron que el citocromo P450 desempeñó un papel importante en la disminución del potencial de ionización de los aromáticos ambientalmente persistentes y en la provisión de sustratos adecuados para las enzimas ligninolíticas oxidantes de un solo electrón para una degradación eficaz. Cuando se añadió éter difenílico, éter 4-clorodifenílico y éter 4-nitrodifenílico al cultivo fúngico, se identificaron como productos principales el éter 4-hidroxidifenílico, el éter 4-cloro-4′-hidroxidifenílico y el éter 4-nitro-4′-hidroxidifenílico, respectivamente. El 4-clorofenol y el 4-nitrofenol se detectaron en cantidades mínimas a partir del éter de 4-clorodifenilo y del éter de 4-nitrodifenilo, respectivamente, pero no se observó la hidroquinona homóloga. Estos datos sugieren que la formación de productos fenólicos a partir del anillo A o B del CNP podría derivarse a través de una vía diferente, y que la escisión directa del éter podría no haber ocurrido. Estos descubrimientos dieron pruebas de que los hongos degradaban los herbicidas a través de diferentes vías utilizando sus múltiples sistemas metabólicos.

Ganoderma lucidum demostró ser resistente a los herbicidas diurón y bentazón : los límites máximos fueron de 80 µM y 20 mM, respectivamente. Este hallazgo puede explicarse por la mayor toxicidad de los metabolitos formados durante la transformación del diurón. Anteriormente se informó de que algunos de los metabolitos resultantes de la transformación fúngica del diurón pueden ser incluso más tóxicos que el compuesto original. G. lucidum fue capaz de eliminar eficientemente el 55% del diurón y el 88% del bentazón tras 10 días de cultivo en líquido. Tanto el bentazon como el diuron mejoraron fuertemente la producción de lacasa por el hongo induciendo una de las dos isoformas de lacasa. El análisis PAGE nativo de las enzimas extracelulares reveló que la mejora en la actividad de lacasa en respuesta a los herbicidas no se debía a la expresión de una nueva lacasa, sino que se debía a la sobreproducción de una isoforma ya existente en los cultivos no inducidos. Se obtuvieron resultados similares con Trametes versicolor y Abortiporus biennis , donde sus lacasas constitutivas se sobreprodujeron en presencia de paraquat, un herbicida de nitrógeno cuaternario. El análisis electroforético de las enzimas extracelulares de G. lucidum mostró que la lacasa1 era la enzima dominante en condiciones no inducidas. Curiosamente, los herbicidas indujeron sólo la isoforma lacasa2 mientras que la lacasa1 fue suprimida en estos cultivos. Estos resultados sugieren que la lacasa2 es, probablemente, la isoforma más intensamente implicada en el sistema de defensa del hongo, considerando que ambos herbicidas inhibieron fuertemente el crecimiento del hongo. Estas observaciones demuestran que estos tipos de enzimas tienen, al menos en parte, un papel importante en la degradación de contaminantes en condiciones in vivo.

Se ha realizado un estudio comparativo de la degradación del herbicida bentazon por Ganoderma lucidum en cultivos líquidos y en estado sólido utilizando mazorca de maíz como sustrato. El hongo fue más resistente al herbicida y más eficiente en su degradación en cultivos en estado sólido en comparación con los cultivos líquidos: 50 mM contra 20 mM y 90% contra 55%, respectivamente. Los autores propusieron dos posibles explicaciones, no excluyentes entre sí: una menor disponibilidad del herbicida debido a su adsorción al sustrato insoluble de la mazorca de maíz para esta observación y las mayores actividades tanto de la lacasa como de la Mn peroxidasa en los cultivos en estado sólido en comparación con los cultivos líquidos, donde se detectó una elevada actividad de la lacasa. Sin embargo, no se encontró ningún producto metabolizado en los extractos acuosos y metanólicos combinados. El G. lucidum que contienen lacasa y Mn peroxidasa degradan el bentazon in vitro. Los experimentos con la adición de Mn2+, ABTS, Tween 80 y H2O2 a los filtrados crudos demostraron sinergias en la degradación del bentazon, sugiriendo que tanto la lacasa como la Mn peroxidasa estaban implicadas en su degradación. Es bien sabido que el ABTS media la oxidación de los compuestos no fenólicos de la lignina y que la presencia de ácidos grasos insaturados (Tween 80) mejora el proceso de oxidación catalizado por las Mn peroxidasas y las lacasas debido a la producción de radicales lipídicos peroxilo o alcoxilo . El mecanismo hipotético de degradación del bentazon puede ser el siguiente La Mn peroxidasa y la lacasa generan radicales lípidos peroxilos o alcoxilos; en presencia de estos radicales la Mn peroxidasa oxida el Mn2+ a Mn3+, que a su vez oxida el bentazon, mientras que la lacasa utiliza el ABTS como mediador redox para la oxidación del bentazon. Sin embargo, no se observó ninguna degradación del picloram G. lucidum y Trametes sp. en los cultivos líquidos, tal vez debido a su alta sustitución del anillo aromático . Este herbicida aumentó la producción de lacasa por parte de Trametes sp., mientras que la producción de la enzima por parte de G. lucidum fue suprimida. Los autores asumieron que la inhibición de la producción de la enzima podría estar ocurriendo a nivel del ARNm después de que el picloram haya entrado en la célula o por la modificación de la enzima antes o después de la secreción . La exposición de G. lucidum y Trametes sp. al picloram reveló un mecanismo peculiar de bioacumulación transitoria del herbicida por parte de ambos hongos.

El FRM más estudiado es P. chrysosporium, que demostró degradar una amplia gama de herbicidas en diferentes condiciones. El MCPA y el bentazon fueron degradados por P. chrysosporium en un 65% y un 75%, respectivamente, en 20 días . P. chysosporium degradó el isoproturón perteneciente a los grupos de fenilurea , la atrazina , y también el diurón . Sin embargo, según , no se observó ninguna degradación de atrazina por parte de este hongo en cultivos líquidos. La eficiencia de degradación de P. chrysosporium fue mayor en los cultivos en estado sólido en comparación con los líquidos . Se propusieron dos mecanismos de degradación de herbicidas: la acción de enzimas ligninolíticas y la acción de enzimas intracelulares, en particular el citocromo P450. En , se estudió la degradación del diurón por P. chrysosporium incluyendo la identificación de los productos formados y la evaluación del papel del citocromo P450. Dos hallazgos fueron de gran importancia: las cantidades considerables de diurón, DCPMU y DCPU encontradas en los micelios frescos y la inhibición de la degradación del diurón por ABT (1-aminobenzotriazol), un inhibidor del citocromo P450. Estos resultados confirmaron el mecanismo intracelular de degradación de este herbicida que resulta en la N-desmetilación. Sin embargo, después de 5 días las concentraciones de DCPMU y DCPU fueron mayores en los filtrados del cultivo que en los extractos del micelio, lo que sugiere la posible participación de enzimas lignolíticas en la degradación de estos metabolitos. Según da Silva Coelho-Moreira et al. , los extractos crudos enzimáticos suministrados con combinaciones de alcohol veratílico H2O2 y Mn2+ no degradaron el herbicida, es posible que el DCPMU y el DCPU puedan ser transformados posteriormente por el MnP.

P. chrysosporium también es capaz de transformar la atrazina, su producto de transformación y otros herbicidas s-triazina . El primer y principal paso en la vía de degradación de la s-triazina clorada por el hongo fue la mono-N-dealquilación. La hidroxiatrazina fue el principal producto de degradación encontrado en suelos tratados con atrazina y en cultivos líquidos. P. chrysosporium transformó activamente la hidroxiatrazina en un compuesto desconocido que se acumuló en el medio de cultivo. Se estableció que la presencia de ambos grupos alquilo y cloro en la posición 2 son necesarios para la mono N-dealquilación de la atrazina por P. chrysosporium. En consecuencia, la formación de desethylhydroxyatrazine en los cultivos líquidos debería ser el resultado de la hidrólisis de la deethylatrazine. Los experimentos con terbutilazina, atrazina y simazina también muestran que la eliminación de la cadena lateral de etilo es la reacción preferente, y podría depender de la masa del segundo grupo alquilo. En otras palabras, se espera que los compuestos con un grupo de alta masa unido a un sustituyente amino sufran una mayor N-dealquilación que afecte a la otra cadena. Los compuestos simétricos propazina y simazina también se degradaron a un ritmo más lento que la atrazina. Ni las LiPs ni las MnPs transformaron la atrazina y sus metabolitos N-dealquilados. Se demostró que la N-dealquilación de la atrazina disminuyó en presencia del inhibidor del citocromo P450. Además, la degradación del herbicida fue apoyada por el micelio. Por lo tanto, se asumió la participación del citocromo P450 en la degradación de la atrazina. Estos datos están en consonancia con el estudio publicado anteriormente sobre la degradación de la atrazina por Pleurotus pulmonarius, en el que participaron enzimas como la lipoxigenasa, la peroxidasa y el citocromo P-450 . El Mn2+, que activa estas enzimas, estimuló la transformación de la atrazina en metabolitos N-dealquilados y propilhidroxilados, mientras que los antioxidantes e inhibidores de la lipoxigenasa y la peroxidasa (ácido nordihidroguayárico), así como el citocromo P-450 (butóxido de piperonilo), suprimieron su degradación.

Para analizar los datos presentados en la Tabla 2, se calculó la tasa de desaparición del herbicida como la relación entre la desaparición (%) y la duración de la degradación (días), seguido de un cálculo del valor medio para cada herbicida (Fig. 1). Teniendo en cuenta el efecto de las condiciones de cultivo sobre la degradación de los herbicidas por los hongos, sólo se trataron así los datos de las condiciones estacionarias en medios líquidos.

Los resultados obtenidos se corresponden bien con el estudio , donde se estableció que la presencia de grupos alquilo es necesaria para la degradación de herbicidas s-triazina por P. chrysosporium vía mono N-dealquilación. Además, la capacidad de los hongos WRF para degradar las s-triazinas parece aumentar junto con el incremento de la cantidad de grupos alquilos exactamente ramificados. Sin embargo, deberían realizarse estudios cuantitativos detallados de la actividad de degradación de la estructura para probar o refutar esta observación preliminar. Otra conclusión importante es una marcada influencia negativa del cloro en la molécula del herbicida en la tasa de degradación, que puede verse en la comparación de la tasa de degradación del nitrofeno (un átomo de cloro) y el clornitrofeno (tres átomos de cloro) y la tasa de degradación más alta del bentazon, que es el único herbicida sin cloro en el rango presentado (Fig. 1). Por lo tanto, los datos presentados en la Fig. 1 demuestran claramente la necesidad de realizar más estudios QSAR. Junto con el conocimiento de las principales vías enzimáticas de degradación de los herbicidas, este último mejorará significativamente la evaluación preliminar de la capacidad de degradación de WRF en relación con el herbicida de estructura conocida.

Los datos contradictorios sobre la participación de las enzimas ligninolíticas en la degradación y transformación del herbicida no permitieron establecer su papel preciso en estos procesos. En la Tabla 3 resumimos los datos sobre la eficiencia de las enzimas ligninolíticas individuales, sus mezclas y los sistemas enzima-mediador redox en la degradación de herbicidas. Como puede verse, no se observó ninguna degradación de diketonitrilo, diurón, atrazina, cloronitrofeno, nitrofeno, glifosato para los extractos crudos de MnP y LiP y las enzimas purificadas de P. chrysosporium, Trametes versicolor y Coriolus versicolor incluso en presencia de mediadores redox. Sin embargo, la MnP de P. chrysosporium degradó el Irgarol 1081 hasta un 37% después de 24 horas y la LiP de P. chrysosporium degradó el bentazon hasta un 100% después de 4 horas. Además, el bentazon fue transformado eficazmente por la lacasa con catecol, la lacasa y los extractos crudos de MnP con el mediador redox ABTS, MnP recombinante . El análisis de los datos resumidos en la Tabla 3 permite concluir que los sistemas de MnP, lacasa y lacasa-mediador redox son las herramientas más eficientes para la degradación de una amplia gama de herbicidas – diketonitrilo, glifosato, Pesticide Mix 34, cloroxurón, atrazina y dymron , sin embargo, con pocas excepciones, a saber, choronitrofeno y nitrofeno . Hay que subrayar que la eficacia de los sistemas lacasa – redox-mediador hacia diferentes herbicidas depende fuertemente del redox-mediador utilizado, que a su vez depende de los mecanismos de oxidación de los mediadores por la enzima y la reactividad de los intermediarios de los mediadores.

Enzima	Herbicida	Mediador redox	Condiciones de reacción	Duración h	Desaparición, %	Hongo	Ref.
Lacuna	Atrazina	No25°C, pH 4.5	240	0	Coriolopsis fulvocinerea	Koroleva & Gorbatova (datos no publicados)
				0
		PF6,		0
		HBT		70
		Siringaldezina		0
	Bentazón	Catecol	25°C, pH 4.0	0.5	100	Polyporus pinsitus
	Cloronitrofeno	No			0	Coriolus versicolor
		HBT			0
	Diketonitrilo (derivado del isoxaflutol)	ABTS	pH 3.0		0.3-0.4 nmol /(h unidad)	Trametes versicolor
	Dymron	No	37°C	24	0	Trametes versicolor
		ABTS	60°C	24	>90
		HBA			90
		MeHBA			90
		NNDS			>90
	Glifosato	No	pH 6.0, Mn2+ + H2O2 + Tween 80	24	90	Trametes versicolor
		No	pH 6.0, Mn2+ + Tween 80		90
	Nitrofeno	No			0	Coriolus versicolor
		HBT			0
Lacuna, inmovilizado	Cloroxurón	No	30°C, pH 4.5	0,5	80	Trametes versicolor
		3-HAA		0.5	80
		HBT		0,3	100
		Sirinaldehído		0.5	80
LiP	Atrazina	No	30°C, pH 5, alcohol veratílico + Mn2+ + H2O2	1	0	Phanerochaete chrysosporium
	Bentazon	No	pH 3.5, alcohol veratílico + H2O2	4	∼100	Phanerochaete chrysosporium
	Cloronitrofeno	No			0	Coriolus versicolor
		No			0	Phanerochaete chrysosporium
	Glifosato	No	pH 3.0, veratryl alcohol + Mn2+ + H2O2 + Tween 80	24	0	Trametes versicolor
	Nitrofeno	No			0	Coriolus versicolor
		No			0	Phanerochaete chrysosporium
MnP	Atrazina	No	30°C, pH 5, alcohol veratílico + Mn2+ + H2O2	1	0	Phanerochaete chrysosporium
	Bentazon	No	pH 4.5, Mn2+ + Tween 80	168	∼700	Aspergillus oryzae
	Cloronitrofeno	No			0	Coriolus versicolor
	Glifosato	No	pH 4.5, Mn2+ + H2O2 + Tween 80	24	100	Nematoloma frowardii
		No	pH 4.5, Mn2+ + Tween 80		100
	Irgarol 1051	No	30°C, Mn2+ + glucosa + glucosa oxidasa	24	37	Phanerochaete chrysosporium
	Nitrophen	No		0	Coriolus versicolor
	Mezcla de pesticidas 34	No	35°C, pH 4.5, Mn2+ + H2O2 + Tween 80	144	20-100	Nematoloma frowardii
Lac+MnP	Bentazon	ABTS	Mn2+ + H2O2 + Tween 80	24	98	Ganoderma lucidum
LiP+MnP	Atrazina	No	39°C, alcohol veratrílico + Mn2+ + H2O2	24	0	Phanerochaete chrysosporium
		No	30°C, pH 5, alcohol veratrílico + Mn2+ + H2O2	1	0
	Diketonitrilo (derivado del isoxaflutol)	No	30°C, pH 3 o 5, H2O2	12	0	Phanerochaete chrysosporium
		1-HBT			0
		3-HAA			0
		ABTS			0
	Diuron	No	pH 3.0, alcohol veratílico + Mn2+ + H2O2	24	0	Phanerochaete chrysosporium

Tabla 3.

Degradación de herbicidas por enzimas ligninolíticas producidas por hongos de podredumbre blanca

Irgarol 1051 – derivado del herbicida s-triazina

3-HAA – ácido 3-hidroxi-antranílico

1-HBT – 3-hidroxibenzotriazol

HBA – ácido 4-hidroxibenzoico

MeHBA – ácido metil-4-hidroxibenzoico

NNDS – ácido 1-nitroso-2naphtol-3,6-disulfónico

Lacasa iinmovilizada – Lacasa iinmovilizada en una nanofibra de poliuretano de zeína electrospada mediante reticulación con glutaraldehído

En el estudio de la degradación de atrazina con lacasa purificada de Coriolopsis fulvocinerea, no se observó ninguna degradación del herbicida (Koroleva & Gorbatova, datos no publicados). El cribado de mediadores redox (siringaldezina, PF6, , HBT) reveló que sólo el HBT provocaba la disminución de la concentración de atrazina en el sistema lacasa-atrazina-redox-mediador. Un estudio más detallado de los componentes del sistema modelo «atrazina/lacasa/HBT» mostró que el propio HBT reaccionaba con la atrazina y otros derivados de la atrazina que contienen cloro directamente, sin la participación de la lacasa, y no interactuaba con los derivados hidroxilados de la atrazina. Se sabe que el HBT en solución acuosa puede pasar a la forma iónica. Por lo tanto, se ha sugerido que se pueden formar dos productos, ambos consistentes en HBT y atrazina, con la formación de enlaces (-N-O-C-) en la posición (2) de la atrazina. La adición de lacasa a una solución de HBT/Atr dio lugar a la formación de varios productos, uno de ellos con un tiempo de retención igual al del compuesto HBT-Atr. En las reacciones enzimáticas, se formaron otros dos productos con tiempos de retención de 15,3 min y 19,4 min, que se identificaron como de-etilatrazina (DEA) y el compuesto formado por la interacción de DEA y HBT. Así, la adición de la enzima dio lugar a la formación de nuevos productos diferentes a los formados en la reacción de HBT con atrazina. El sistema modelo «atrazina/lacasa/HBT» se estudió a diferentes relaciones molares de atrazina/mediador (9:1 a 1:9) y a dos concentraciones diferentes de enzima (0,02 μm y 1,0 μm). La mayor conversión de atrazina -hasta el 70% en 10 días- se observó con una relación HBT/Atr de 9/1 y una concentración de enzima de 0,02 μm. La resonancia magnética nuclear de protones (1H-NMR) y la HPLC-MS/MS permitieron confirmar la identificación del producto en los sistemas modelo «Atr/HBT» y «Atr/HBT/laccase»: la formación de Atr-HBT en el sistema «Atr/HBT», y DEA y DEA-HBT en el sistema «Atr/HBT/laccase». El Atr-HBT existía en dos formas: protonado (M.W. 315 g/mol) y diprotonado (M.W. 316 g/mol). En la reacción «Atr/HBT/laccase» se forma DEA, así como formas protonadas (M.W. 287 g/mol) y diprotonadas (M.W. 288 g/mol) del producto DEA-HBT. A partir de los datos obtenidos para las cinco estructuras establecidas de los productos, hemos propuesto el esquema de oxidación de la atrazina por el sistema «lacasa/HBT» (Fig. 2), que incluye etapas no enzimáticas y enzimáticas (Fig. 3).

Durante la etapa no enzimática, se forma un producto compuesto por atrazina y HBT. Como los sustratos y los productos en el sistema «Atr/HBT» están en equilibrio, la adición de lacasa a la reacción provoca la oxidación del HBT y la formación del radical HBT. El radical HBT reacciona con el compuesto Atr-HBT y desencadena la disociación de los enlaces (-NH-CH-), dando lugar a la formación de DEA-HBT y alcohol etílico. A su vez, la DEA-HBT se descompone para formar dos productos: DEA y HBT. La capacidad del HBT de formar formas tautoméricas y de reaccionar directamente con la atrazina sugería que el HBT se degradaría en la mezcla de reacción. Sin embargo, según el esquema propuesto, durante la hidrólisis de DEA-HBT se formaron DEA y HBT. Esta puede ser una de las razones de la eficacia del HBT como mediador redox en el sistema lacasa-mediador redox.

El alto potencial de los FRM así como de sus enzimas ligninolíticas en la transformación de herbicidas está bien documentado. Sin embargo, los mecanismos de degradación y las vías de degradación de muchos herbicidas aún no se han explorado. Se necesitan más estudios para dilucidar el mecanismo de degradación de los herbicidas por los FRM y las enzimas ligninolíticas e identificar los metabolitos formados.